miércoles, 13 de marzo de 2019

Coprocultivo

Coprocultivo


   Objetivo:

En esta práctica vamos a realizar un coprocultivo, emplearemos heces como muestra heces recogidas ese mismo dia. Las muestras de heces deben procesarse lo más rápidamente posible, deben estar en el laboratorio antes de una hora para su procesado, o, en caso contrario, se mantendrán a 4ºC.
 Materiales:
-Hisopo de algodón
-Mechero Bunsen
-Estufa
-Suero salino fisiológico estéril
-Agar S-S (Salmonella-Shigella)
-Agar Hektoen
-Agar Columbia
-Agar Sabouraud
-Caldo Selenito
Procedimiento:
Como las heces son sólidas se realiza una suspensión densa, en 2’5 ml de solución salina estéril,hacemos una dilución tomando una porción de heces del tamaño de un guisante y agitando hasta su homogeneización. La siembra debe realizarse casi de inmediato pues algunos patógenos intestinales. La siembra se realiza haciendo una estría, con el hisopo, desde un borde hasta la mitad de la placa. A continuación con un asa de siembra estéril, se siembra por agotamiento de estrías en el resto de la placa.
Por último, se introduce el hisopo en el caldo selenito o tetrationato, agitándolo ligeramente
 Incubar las placas y el caldo a 37°C durante 24 horas.
 Al día siguiente, se realiza una resiembra del caldo en agar S-S (ó HK). Para ello, con un asa estéril se toma una cantidad del caldo y se siembra.

Galería:






Urocultivo

Urocultivo


Objetivo:
En esta práctica vamos a realizar un urocultivo, que es un cultivo que se realiza para detectar la presencia bacteriana en orina.
Materiales:
-Mechero bunsen.
-Orina de la mañana (o inóculo bacteriano).
-Medio Cled.
-Medio McConkey.
-Medio EMB Levine.
-Asa de plástico calibrada de 10 μL.
-Asa de platino.
-Estufa.

Procedimiento:
Es importante que siempre trabajemos en un medio estéril, en nuestro caso cerca de un mechero Bunsen.
Siembra en medio Cled: con el asa calibrada, introducirla en la orina y tomar una muestra. Hacer una estría desde el borde hasta el centro de la placa, y a partir de ella, estriar perpendicularmente de derecha a izquierda, luego realizar dos firmas.
Siembra en medio McConkey: con el asa de platino, hacer una siembra por agotamiento de estrías.
Siembra en medio EMB: igual que el anterior, por agotamiento de estrías con asa de platino.
Incubar en la estufa a 37ºC durante 24 horas.

  Galería:






Antibiograma

Antibiograma


Objetivo:

En esta práctica vamos a realizar un antibiograma; se denomina así al conjunto de técnicas, empleadas en el laboratorio, para determinar el grado de sensibilidad de los microorganismos frente a unos antimicrobianos. Emplearemos el método de difusión en agar o método de Kirby-Bauer

Este método consiste en colocar discos de diferentes antibióticos, sobre placa Petri que contiene el agar con el microorganismo y tras un periodo de incubación de 18-24 horas, observar la zona o halo de inhibición que aparece rodeando al disco de antibiótico.
  Materiales:
-Asa de siembra
-Hisopo de algodón
-Suero fisiológico
-Inóculo bacteriano
-Medio Müeller-Hinton
-Discos con antibiótico
  Procedimiento:
Se prepara un cultivo de 18 horas, de las bacterias que hay que ensayar, en agar tripticasa soja (TSA)
Realizamos un inóculo bacteriano, con una turbidez de 0,5 de la escala de McFarland, cogiendo unas 3-4 colonias y las resuspenderemos en 3-4 ml de suero.
Sumergir, en el inóculo, un hisopo de algodón y eliminar el exceso presionándolo sobre la pared interna del tubo que lo contiene y por encima del nivel del caldo de cultivo.
Inocular la superficie de una placa de agar de Müeller-Hinton con el hisopo, pasándolo uniformemente por toda la superficie en tres direcciones. Por último pasar el hisopo por el reborde la placa de agar. Dejar secar 5 minutos.
Con unas pinzas estériles, colocar los discos de antibiótico sobre la superficie del agar apretándolos suavemente.
Incubar la placa en posición invertida a 37° C durante 18-24 horas.
Medir los diámetros de las zonas de inhibición con una regla.Los discos que hemos utilizado han sido:
  • Cephalotina
  • Vancomicina
  • Cloramphenicol
  • Amoxicilina
  • Ampicilina

 Galería:






API 20E

API 20E


Descripción
La batería de pruebas API20E es un sistema de identificación rápida para bacterias de la familia Enterobacteriaceae y otras bacterias Gram (-). Consta de 21 test bioquímicos estandarizados y miniaturizados y una base de datos. Cuya ventajas de ser rápido, eficaz y de permitir realizar numerosas pruebas a la vez. Cada tira de API 20E contiene 20 microtubos o pocillos con distintos sustratos deshidratados. Cada tubo es una prueba bioquímica distinta.
  Los microtubos se inoculan con una suspensión de microorganismos, en agua o solución salina, que rehidrata los medios. Las tiras o galerías se incuban a 37°C y por efecto del metabolismo bacteriano se producen cambios de color espontáneos o bien por la adicción de reactivos.
Para hacer la lectura de las reacciones tenemos que comparar con una tabla de lectura donde se indica si los microorganismos deben considerarse positivos o negativos para cada reacción según el color aparecido.

Procedimiento:
En primer lugar tenemos que preparar una suspendión homogenea por lo que vamos a tomar una colonia bien aislada de cada microorganismo y resuspenderla homogéneamente en 5 mL de solución salina
Llenar con la suspensión de bacterias los tubos, no la cúpula, de todos los pocillos.
Llenar la cúpula de los pocillos CIT , VP, GEL con la suspensión de bacterias.
Llenar con parafina las cúpulas de los pocillos ADH, LDC, ODC, URE, H2S para obtener anaerobiosis.
Poner la tira en su propia cámara húmeda de incubación. Previamente poner agua en los alvéolos de la cámara para proporcionar una atmósfera húmeda durante la incubación.
Incubar a 37 °C durante 18-24 h.
La lectura de los resultados se lleva a cabo por comparación de los colores de cada pocillo con los de las tablas de lectura. En caso de que 3 o más ensayos,resultasen positivos, anotar en la hoja de resultados todas las reacciones espontáneas y después revelar los ensayos que necesitan la adición de reactivos:

TDA: Añadir una gota de FeCl3 10 %. Positivo = color marrón oscuro.
VP: Añadir una gota del reactivo 1 (KOH al 40%) y una gota del reactivo 2 (C2 H5 OH). Positivo = color rosa fuerte o rojo en 5 minutos.
VP: Añadir una gota del reactivo 1 (KOH al 40%) y una gota del reactivo 2 (C2 H5 OH). Positivo = color rosa fuerte o rojo en 5 minutos.
Oxidasa: Añadir una gota del reactivo (tetrafenilendiamina) recién preparado. Positivo = color azul que aparece inmediatamente
Glu: Prueba de reducción de nitratos a nitritos (NO2) y en nitrógeno (N2).

Añadir una gota de los reactivos NIT 1 y NIT 2 en el tubo GLU y esperaramos 2 minutos.
Una coloración roja indica una reacción positiva. Si no vira, se añade un poco de zinc y se observa si aparece color o permanece incoloro.
Resultado:
Del conjunto de reacciones y resultados se obtiene un perfil numérico de 7 cifras. Los pocillos están separados en grupos de tres: en total tenemos 7 grupos de tres tubos o tripletes. A cada pocillo se le da el valor 0, 1, 2 o 4.
Si la reacción es negativa se pone 0. Si la reacción es positiva se pone: 1 si es el primer pocillo de un triplete, 2 si es el segundo, 4 si es el tercero. Se suman los valores de cada triplete y se obtiene un código de 7 cifras.  Con este código se busca en la tabla de identificación la especie de que se trata.

Galería:



Pruebas bioquímicas bacilos Gram negativos

Pruebas bioquímicas bacilos Gram negativos

Objetivo:
En esta práctica vamos a hacer una serie de pruebas cuyo obsjetivo es la determinación de los bacilos Gram-. Gracias a estas pruebas podremos determinar la especie bacteriana de una muestra problema.

Compuesto por:

     -KLIGLER
Esta prueba permite la diferenciación de enterobacterias. Este medio cuenta con un indicador de pH (rojo fenol) que vira a amarillo cuando el pH es ácido y que toma un color rojo cuando el pH es alcalino. Además tiene la capacidad de detectar la producción de sulfhídrico, volviéndose el fondo negro.
Se toma una colonia de la muestra y se siembra, con el hilo de platino, en picadura en el fondo del tubo y a continuación se siembra en estría sobre la superficie del pico de flauta (también con el hilo de platino).Se incuban a 37ºC durante 24 h.
Los M.O. que aparezcan en este medio, serán: lactosa +/ glucosa +/ producción de gases - y sulfhídrico -

   -IMVIC

Las pruebas INVIC (INDOL, ROJO DE METILO, VOGES-PROSKAUER Y CITRATOS) es un conjunto de 4 pruebas diferentes. Se emplean fundamentalmente para la identificación de las Enterobacterias

·Producción de Indol
Es capaz de identificar si la bacteria posee la enzima (triptofanasa). Esta prueba requiere de un reactivo específico (Reactivo de Kovacs).
Tenemos que Inocular el medio de cultivo (agua de peptona).Incubar a 37 ºC durante 48 horas A las 24-48 horas, añadir unas gotas de reactivo de Kovacs. Agitar y dejar reposar el cultivo.
El resultado es negativo.
Un resultado positivo se detecta mediante la formación de un anillo rosa en la superficie, después de añadir el reactivo de Kovacs.

·Rojo metilo

Tiene la capacidad de detectar la fermentación ácido-mixta. Se acumulan ácidos (acético, fórmico, etc.), relativamente fuertes y bajan el pH del medio hasta 4-5. Dicho cambio de pH se detecta añadiendo un indicador (rojo de metilo) al cultivo.
 Inocular el medio de Clark-Lubs. Incubar a 37 oC durante 48 horas. Añadir unas gotas de rojo de metilo (rojo a pH 4-5; amarillo a pH>6)
El resultado sería positivo.

·Voges-Proskauer
Tiene la capacidad de detectar la fermentación butanodiólica. Necesita un reactivo especial, (alfa-naftol y KOH al 40%), se detecta la presencia de un precursor del butanodiol (acetilmetilcarbinol o acetoína). La acetoína en presencia de oxígeno se oxida a diacetilo. El diacetilo origina una coloración roja al reaccionar con los restos guanidínicos de algunos aminoácidos de la peptona del medio.
El medio de cultivo, es el mismo que en la prueba del rojo de metilo.
El procedimiento que se lleva a cabo para emplear esta prueba es; inocular el medio de Clark-Lubs. Incubar a 37 ºC durante 24- 48 horas. Añadir unas gotas alfa-naftol. Agitar y añadir KOH. Agitar. Lectura 15 minutos.
La prueba será positiva si en 20 minutos aparece una coloración roja.
En nuestro caso el resultado es negativo.

   -Consumo de citratos

Se determina la utilización del citrato como única fuente de carbono y energía. Se utiliza el medio de Simmons: utiliza un medio sólido con citrato sódico y un indicador ácido-base (azul de bromotimol). En este caso se detecta la alcalinización del medio por el consumo del citrato.
Inocular el medio: El medio de Simmons es sólido, y se siembra por estría con asa de platino. Incubar a 37 ºC durante 24-48 horas.

Como el medio no ha virado a azul se considera negativa.

  -Test de la urea

Esta prueba se utiliza para diferenciar a los microorganismos capaces de hidrolizar la urea por la acción del enzima ureasa. Este enzima al hidrolizar la urea (H2N-CO-NH2) origina amoníaco, el cual produce un incremento del pH del medio que puede detectarse mediante un indicador (rojo fenol).
 El test de la urea se realizar sobre un medio que lleva urea y un indicador de pH (rojo fenol), que por encima de pH 8,4 vira de amarillo a rosa. Se puede utilizar:
Un medio sólido, en pico de flauta, contenido en un tubo, como puede ser el Agar urea de Christensen. O un medio líquido como el Caldo urea indol.
No se ha producido viraje de color por lo que el resultado se considerará negativo.


Galería:









martes, 18 de diciembre de 2018

Producción de hemólisis


Producción de hemólisis


 Objetivo:
En esta práctica vamos a ver las distintas especies del género Streptococcus que producen hemólisis cuando crecen en un medio de agar sangre. Hay 3 tipos de actividad hemolítica:
- alfa- hemólisis: halo de color verdoso alrededor de la colonia.
-beta-hemólisis: halo transparente alrededor de la colonia.
-gamma-hemólisis: ausencia de hemólisis.
 Esta prueba bioquimica se emplea para diferenciar los distintos tipos de hemolisis
Materiales:
- Asa de siembra
- Mechero bunsen
- Placa agar sangre
- Muestra de microorganismos que vamos a sembrar
Procedimiento:
-1: Primero tenemos que sembrar la muestra en placas de agar sangre
- 2: A continuación incubamos 24-48 horas a 37ºC en la estufa
-3: Por último observamos la aparición de alfa, beta o gamma hemólisis que presenta la placa
Galería:





Prueba bioquímica: Fermentación de manitol


Prueba bioquímica: Fermentación de manitol

 Objetivo:

 En esta práctica vamos a intentar identificar una serie de micro organismo empleando una prueba bioquímmiaca llamada fermentación de manitol. Vamos a estudiar la capacidad que tiene este microorganismo para fermentar el manitol, en presencia de una gran concentración de Nacl. Diferenciaremos entre S. aereus del resto de estafilococos

 Materiales:

- Placas de petri con medio manitol
- Asas de siembra
- Mecheros bunsen
- Microorganismo de muestra

 Procedimiento:

 -1: Primero cogemos el equipo necesario para poder obtener las colonias de la placa de muestra
 -2: Después esterilizamos el asa y cogemos la colonia aislada
 -3: Hacemos una siembra por agotamiento por estrías en la placa que contiene el manitol.
 -4: Volvemos a esterilizar el asa de siembra con el mechero, para eliminar cualquier M.O. resistente
 -5: Ahora tenemos que incubar la placa de manitol en la estufa durante unos dias
 -6: Por último, tras pasar este periodo de tiempo, observamos las placas y vemos como a fermentado y si el color del manito a cambiado

 Resultado:

 Tras haber hecho las prácticas si el M.O. empleando es positivo, habrá cambiado el color de la placa de rosa a amarillo ya que habrá fermentado totalmente, además veremos las colonias bacterianas que han crecido

 Galería: